
تعداد نشریات | 26 |
تعداد شمارهها | 447 |
تعداد مقالات | 4,557 |
تعداد مشاهده مقاله | 5,380,003 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 3,580,072 |
بازسازی شبکه بیوسنتزی منولیگنولها و بررسی نقش ژنهای سیناموئیل کوآ (CsCCR) در مراحل مختلف نموی دانه روغنی کاملینا (Camelina sativa) | ||
مجله بیوتکنولوژی کشاورزی | ||
مقاله 6، دوره 12، شماره 4، بهمن 1399، صفحه 99-121 اصل مقاله (1017.49 K) | ||
نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22103/jab.2020.16043.1245 | ||
نویسندگان | ||
ناصر درویشی1؛ مرتضی صبری2؛ سید مهدی علوی* 3 | ||
1گروه زیست فناوری کشاورزی،پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک و زیست فناوری، تهران، ایران | ||
2گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه سیستان و بلوچستان، زاهدان، ایران | ||
3پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک | ||
چکیده | ||
هدف: امروزه کشت کاملینا به دلیل بروز بحرانهای ناشی از مصرف انرژیهای فسیلی، علاوه بر مصارف خوراکی، با هدف تولید سوخت زیستی هم مورد توجه قرار گرفتهاست. پژوهش حاضر ژنهای درگیر در بیوسنتز منولیگنولها را به لحاظ بیان در مراحل نموی مختلف در دانه روغنی کاملینا بررسی نمودهاست. منولیگنولها جریان کربن را یا به سمت تقویت جداره سلول با افزایش لیگنینی شدن میبرند و یا به سوی تولید ترکیبات شیمیایی مثل کملکسین هدایت میکنند. هر دو خصوصیت در اعطای مقاومت گیاه به بیماریها اهمیت دارند. مواد و روشها: در این مطالعه از دادههای TPM مربوط به ژنهای کارکردی و عوامل رونویسی درگیر در بیوسنتز منولیگنول در گیاه کاملینا استفاده شد. بیان این ژنها در مراحل نرمال نموی مختلف دچار تغییر میشوند. با استفاده از زبان برنامه نویسی R این دادهها برای سادهسازی نمایش نتایج، تحلیلگردیدند. نتایج: ژنهای CsCCR1 و CsCCR4 به خوبی در بافتهای مختلف بیان شدند درحالیکه ژن CsCCR2 به میزان بسیار ناچیزی در شرایط نرمال بیان میشود. در عوض مدارک دیگر نشان دادند که ژن اخیر و ژن CsCCR4 تحت القای قارچ Sclerotinia sclerotiorum در کاملینا افزایش چشمگیری در بیان نشان میدهد. مقایسه شرایط نرمال رشد و مواقع حمله پاتوژن نشان داد که ژن CsCCR4بطور مداوم درحال بیان است و گویای اینست که این ژن همزمان دارای نقش ساختاری و دفاعی میباشد. این دو ژن اخیر میتوانند به عنوان منبع بالقوه مقاومت به بیماری مورد بررسیهای بیشتر قرار گیرند. بطور خودکار، شبکههای تنظیمی بیان ژن از جمله کلیدهای اصلی نموی و عوامل رونویسی در کاملینا در برقراری تعادل میان دوگانه رشد طبیعی و سازوبرگهای دفاعی حاصل از مسیر بیوسنتز منولیگنول بسته به نوع پیامهای دریافتی، عمل میکنند هرچند که پاسخ آفریده شده وابسته به جوهره و هویت رقم میباشد . | ||
کلیدواژهها | ||
بیوسنتز منولیگنول؛ دانه روغنی کاملینا؛ سوخت زیستی؛ سیناموئیل کوآ ردوکتاز | ||
مراجع | ||
References
Anderson DM, MacPherson MJ, Collins SA et al. (2018) Yellow-and brown-seeded canola (Brassica napus), camelina (Camelina sativa) and Ethiopian mustard (Brassica carinata) in practical diets for rainbow trout fingerlings. J Appl Aquac 30, 187-195.
Augustin JM, Higashi Y, Feng X et al. (2015) Production of mono-and sesquiterpenes in Camelina sativa oilseed. Planta 242, 693-708.
Balanuca B, Stan R, Hanganu A et al. (2015) Design of new camelina oil-based hydrophilic monomers for novel polymeric materials. JAOCS 92, 881-891.
Bayat A, Kairenius P, Stefański T et al. (2015) Effect of camelina oil or live yeasts (Saccharomyces cerevisiae) on ruminal methane production, rumen fermentation, and milk fatty acid composition in lactating cows fed grass silage diets. J. Dairy Sci. 98, 3166-3181.
Boerjan W, Ralph J, Baucher M (2003) Lignin biosynthesis. Annu. Rev Plant Biol 54, 519-546.
Bosch M, Mayer C-D, Cookson A et al. (2011) Identification of genes involved in cell wall biogenesis in grasses by differential gene expression profiling of elongating and non-elongating maize internodes. Annu. Rev Plant Biol 62, 3545-3561.
Brandao V, Dai X, Paula E et al. (2018) Effect of replacing calcium salts of palm oil with camelina seed at 2 dietary ether extract levels on digestion, ruminal fermentation, and nutrient flow in a dual-flow continuous culture system. J Dairy Sci 101, 5046-5059.
Bray EA (2002) Classification of genes differentially expressed during water‐deficit stress in Arabidopsis thaliana: an analysis using microarray and differential expression data. Ann Bot 89, 803-811.
Buell C, Somerville S (1995) Expression of defense-related and putative signaling genes during tolerant and susceptible interactions of Arabidopsis with Xanthomonas campestris pv. campestris. MPMI 8, 435-443.
Campos ML, Yoshida Y, Major IT et al. (2016) Rewiring of jasmonate and phytochrome B signalling uncouples plant growth-defense tradeoffs. Nat Commun 7, 12570.
Cosio C, Ranocha P, Francoz E et al. (2017) The class III peroxidase PRX 17 is a direct target of the MADS‐box transcription factor AGAMOUS‐LIKE15 (AGL 15) and participates in lignified tissue formation. New Phytol 213, 250-263.
Derikvand MM, Sierra JB, Ruel K et al. (2008) Redirection of the phenylpropanoid pathway to feruloyl malate in Arabidopsis mutants deficient for cinnamoyl-CoA reductase 1. Planta 227, 943-956.
Dixon RA, Barros J (2019) Lignin biosynthesis: old roads revisited and new roads explored. Open Biol 9, 190215.
Dixon RA, Chen F, Guo D et al. (2001) The biosynthesis of monolignols: a “metabolic grid”, or independent pathways to guaiacyl and syringyl units? Phytochem 57, 1069-1084.
Eynck C, SÉGUIN‐SWARTZ G, Clarke WE et al. (2012) Monolignol biosynthesis is associated with resistance to Sclerotinia sclerotiorum in Camelina sativa. Mol Plant Pathol 13, 887-899.
Ferrie A, Bethune T (2011) A microspore embryogenesis protocol for Camelina sativa, a multi-use crop. PCTOC 106, 495-501.
Gallego-Giraldo L, Escamilla-Trevino L, Jackson LA et al. (2011) Salicylic acid mediates the reduced growth of lignin down-regulated plants. PNAS 108, 20814-20819.
Halpin C (2019) Lignin engineering to improve saccharification and digestibility in grasses. Curr Opin Biotechnol 56, 223-229.
Humphreys JM, Chapple C (2002) Rewriting the lignin roadmap. Curr Opin Plant Biol. 5, 224-229.
Jiang J, Zhao X, Tian W et al. (2009) Intertribal somatic hybrids between Brassica napus and Camelina sativa with high linolenic acid content. PCTOC 99, 91-95.
Juodka R, Juška R, Juškienė V et al. (2018) The effect of feeding with hemp and Camelina cakes on the fatty acid profile of duck muscles. Arch Anim Breed, 293-303.
Kagale S, Koh C, Nixon J et al. (2014) The emerging biofuel crop Camelina sativa retains a highly undifferentiated hexaploid genome structure. Nat Commun 5, 3706.
Kagale S, Nixon J, Khedikar Y et al. (2016) The developmental transcriptome atlas of the biofuel crop Camelina sativa. Plant J. 88, 879-894.
Keen N, Littlefield L (1979) The possible association of phytoalexins with resistance gene expression in flax to Melampsora lini. Physiol Plant Pathol 14, 265-280.
Kiefer M, Schmickl R, German DA et al. (2013) BrassiBase: introduction to a novel knowledge database on Brassicaceae evolution. Plant Cell Physiol 55, e3-e3.
König S, Feussner K, Kaever A et al. (2014) Soluble phenylpropanoids are involved in the defense response of A rabidopsis against V erticillium longisporum. New Phytol 202, 823-837.
Krohn BJ, Fripp M (2012) A life cycle assessment of biodiesel derived from the “niche filling” energy crop camelina in the USA. Appl Energy 92, 92-98.
Lacombe E, Hawkins S, Van Doorsselaere J et al. (1997) Cinnamoyl CoA reductase, the first committed enzyme of the lignin branch biosynthetic pathway: cloning, expression and phylogenetic relationships. Plant J 11, 429-441.
Lam PY, Tobimatsu Y, Takeda Y et al. (2017) Disrupting flavone synthase II alters lignin and improves biomass digestibility. Plant Physiol 174, 972-985.
Lauvergeat V, Lacomme C, Lacombe E et al. (2001) Two cinnamoyl-CoA reductase (CCR) genes from Arabidopsis thaliana are differentially expressed during development and in response to infection with pathogenic bacteria. Phytochem 57, 1187-1195.
Li X, Mupondwa E, Tabil L (2018) Technoeconomic analysis of biojet fuel production from camelina at commercial scale: Case of Canadian Prairies. Bioresour Technol 249, 196-205.
Lu C, Kang J (2008) Generation of transgenic plants of a potential oilseed crop Camelina sativa by Agrobacterium-mediated transformation. Plant cell reports 27, 273-278.
Lyzenga WJ, Harrington M, Bekkaoui D et al. (2019) CRISPR/Cas9 editing of three CRUCIFERIN C homoeologues alters the seed protein profile in Camelina sativa. BMC Plant Biol 19, 292.
Menden B, Kohlhoff M, Moerschbacher BM (2007) Wheat cells accumulate a syringyl-rich lignin during the hypersensitive resistance response. Phytochem 68, 513-520.
Miedes E, Vanholme R, Boerjan W et al. (2014) The role of the secondary cell wall in plant resistance to pathogens. Front Plant Sci 5, 358.
Mierlita D, Pop IM, Lup F et al. (2018) The fatty acid composition and health lipid indices in sheep raw milk under a pasture-based dairy system. Rev Chim 69, 160-165.
Moser BR (2016) Fuel property enhancement of biodiesel fuels from common and alternative feedstocks via complementary blending. Renew Energ. 85, 819-825.
Mutuku JM, Cui S, Hori C et al. (2019) The structural integrity of lignin is crucial for resistance against Striga hermonthica parasitism in rice. Plant Physiol 179, 1796-1809.
Nelson DC, Flematti GR, Riseborough J-A et al. (2010) Karrikins enhance light responses during germination and seedling development in Arabidopsis thaliana. PNAS 107, 7095-7100.
Nguyen HT, Silva JE, Podicheti R et al. (2013) Camelina seed transcriptome: a tool for meal and oil improvement and translational research. Plant Biotechnol J 11, 759-769.
Østergaard L, Lauvergeat V, Næsted H et al. (2001) Two differentially regulated Arabidopsis genes define a new branch of the DFR superfamily. Plant Sci 160, 463-472.
Parani M, Rudrabhatla S, Myers R et al. (2004) Microarray analysis of nitric oxide responsive transcripts in Arabidopsis. Plant Biotechnol J. 2, 359-366.
Raes J, Rohde A, Christensen JH et al. (2003) Genome-wide characterization of the lignification toolbox in Arabidopsis. Plant Physiol 133, 1051-1071.
Rogers LA, Dubos C, Cullis IF et al. (2005) Light, the circadian clock, and sugar perception in the control of lignin biosynthesis. J Exp Bot 56, 1651-1663.
Russo R, Reggiani R (2017) Glucosinolates and Sinapine in camelina meal. In: Food Nutr Sci pp 1063-1073.
Sarkanen KV, Ludwig CH (1971) Liguins. Occurrence, formation, structure, and reactions.
Sarry JE, Kuhn L, Ducruix C et al. (2006) The early responses of Arabidopsis thaliana cells to cadmium exposure explored by protein and metabolite profiling analyses. J Proteom 6, 2180-2198.
Schmid M, Davison TS, Henz SR et al. (2005) A gene expression map of Arabidopsis thaliana development. Nat Genet 37, 501.
Service FA (2019) oilseed world markets and trade. United States Department of Agriculture
Sigareva M, Earle E (1997) Intertribal somatic hybrids between Camelina sativa and rapid cycling Brassica oleracea. Cruciferae Newsletter (United Kingdom).
Smil V (2016) Energy transitions: global and national perspectives. ABC-CLIO.
Vanholme R, Morreel K, Darrah C et al. (2012) Metabolic engineering of novel lignin in biomass crops. New Phytol 196, 978-1000.
Wang Y, Chantreau M, Sibout R et al. (2013) Plant cell wall lignification and monolignol metabolism. Front Plant Sci 4, 220.
Wei L, Jian H, Lu K et al. (2017) Genetic and transcriptomic analyses of lignin-and lodging-related traits in Brassica napus. Theor Appl Genet 130, 1961-1973.
Wuyts N, Lognay G, Swennen R et al. (2006) Nematode infection and reproduction in transgenic and mutant Arabidopsis and tobacco with an altered phenylpropanoid metabolism. J Exp Bot 57, 2825-2835.
Yoon J, Cho L-H, Antt HW et al. (2017) KNOX protein OSH15 induces grain shattering by repressing lignin biosynthesis genes. Plant Physiol 174, 312-325.
Zheng M, Chen J, Shi Y et al. (2017) Manipulation of lignin metabolism by plant densities and its relationship with lodging resistance in wheat. Sci Rep 7, 1-12.
Zhong R, Demura T, Ye Z-H (2006) SND1, a NAC domain transcription factor, is a key regulator of secondary wall synthesis in fibers of Arabidopsis. Plant Cell 18, 3158-3170.
Zhou J, Lee C, Zhong R et al. (2009) MYB58 and MYB63 are transcriptional activators of the lignin biosynthetic pathway during secondary cell wall formation in Arabidopsis. Plant Cell 21, 248-266. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 895 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 437 |