
تعداد نشریات | 26 |
تعداد شمارهها | 447 |
تعداد مقالات | 4,557 |
تعداد مشاهده مقاله | 5,380,001 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 3,580,066 |
بررسی الگوی بیان برخی از ژنهای آنتیاکسیدان و دهیدرین در ژنوتیپهای گندم دوروم تحت شرایط تنش کم آبی | ||
مجله بیوتکنولوژی کشاورزی | ||
دوره 16، شماره 4، دی 1403، صفحه 189-208 اصل مقاله (610.64 K) | ||
نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22103/jab.2024.24084.1619 | ||
نویسندگان | ||
ماندانا مرادی1؛ علیرضا اطمینان* 2؛ رضا محمدی3؛ لیا شوشتری4؛ علی مهراس مهرابی5 | ||
1دانشجوی دکترا، گروه بیوتکنولوژی و بهنژادی گیاهی، واحد کرمانشاه، دانشگاه آزاد اسلامی، کرمانشاه، ایران. | ||
2گروه بیوتکنولوژی و به نژادی گیاهی، واحد کرمانشاه، دانشگاه آزاد اسلامی، کرمانشاه، ایران | ||
3دانشیار پژوهش، موسسه تحقیقات کشاورزی دیم کشور، معاونت سرارود، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرمانشاه، ایران. | ||
4گروه بیوتکنولوژی و بهنژادی گیاهی ، واحد کرمانشاه، دانشگاه آزاد اسلامی، کرمانشاه، ایران | ||
5استادیار، گروه بیوتکنولوژی و بهنژادی گیاهی، واحد کرمانشاه، دانشگاه آزاد اسلامی، کرمانشاه، ایران. | ||
چکیده | ||
هدف: خشکی به عنوان یکی از مهمترین تنشهای محیطی شناخته میشود که اثرات نامطلوبی بر رشد و توسعه گیاه و در نهایت عملکرد آن دارد. گندم دوروم دامنه سازگاری ویژهای به مناطق مدیترانهای دارد، که غالباً تنش کم آبی یکی از چالشهای عمده برای دستیابی به حداکثر عملکرد در این مناطق بشمار میآید. به منظور بررسی پاسخ مولکولی برخی از ژنوتیپهای گندم دوروم انتخاب شده از برنامههای بهنژادی، الگوی بیان ژنهای آنتیاکسیدان شامل کاتالاز (CAT)، آسکوربات پراکسیداز (APX)، گایاکول پراکسیداز (GPX) و سوپراکسیددیسموتاز (SOD) به همراه دو ژن دهیدرین همچون TdDHN15 و TdDHN16 در سه تیمار عدم تنش و تنشهای ملایم و شدید مورد بررسی قرار گرفت. مواد و روشها: اثر تیمارهای مختلف تنش کم آبی بر تغییرات الگوی بیان ژنهای CAT، APX، GPX، SOD، TdDHN15 و TdDHN16 در شش ژنوتیپ امیدبخش گندم دوروم به همراه یک رقم شاهد (ذهاب) مورد بررسی قرار گرفت. آزمایش در شرایط بهینه گلخانه اجرا و تیمارهای تنش کم آبی بر اساس ظرفیت زراعی مزرعه تعیین شدند. پس از استقرار گیاهچهها و سه هفته بعد از اعمال تیمارهای تنش، نمونهبرداری از برگهای جوان صورت گرفت. میزان بیان نسبی ژنهای مورد نظر هر یک از تیمارهای تنش بر اساس روش Livak and Schmittgen (2001) اندازهگیری شد. نتایج: با توجه به نتایج به دست آمده از تجزیه واریانس دادههای آزمایشی، اختلاف معنیداری بین تیمارهای تنش کم آبی، ژنوتیپ و همچنین اثر متقابل ژنوتیپ و تیمار از نظر بیان نسبی ژنهای مورد مطالعه مشاهده شد. بیشترین میزان افزایش بیان نسبی در تیمار تنش ملایم مربوط به ژنهای APX، GPX و SOD و در تیمار تنش شدید مربوط به ژنهای APX، TdDHN15 و GPX بود. مقایسه الگوی بیان هر یک از ژنها در ژنوتیپهای بررسی شده نشان داد ژنوتیپهای متحمل (G2، G4 و G5) به همراه رقم شاهد (ذهاب) دارای بیشترین میزان بیان نسبی بودند. بنابراین میتوان اظهار داشت این ژنوتیپها توانایی بالایی در کاهش اثرات تنش اکسیداتیو دارند. نتیجهگیری: با توجه به نتایج به دست آمده از این پژوهش مشخص شد ژنوتیپ G2 بواسطه قابلیت بالای آن در تنظیم بیان ژنهای آنتی-اکسیدان و دهیدرین تحمل بالایی نسبت به تیمارهای تنش کم آبی داشت. از اینرو، بررسی تکمیلی این ژنوتیپ و مطالعه سایر سازوکارهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی و ارزیابی عملکرد دانه آن در شرایط مزرعهای میتواند اطلاعات مفیدی در رابطه با استفاده از این ژنوتیپ به عنوان یکی از والدین متحمل به خشکی در برنامههای دورگگیری با هدف انتقال خصوصیات زراعی مطلوب مورد استفاده قرار گیرد. | ||
کلیدواژهها | ||
ترانسکریپتوم؛ تنش خشکی؛ مکانیسم آنتیاکسیدان؛ گونههای اکسیژن واکنشگر | ||
مراجع | ||
احمدی جعفر، پورابوقداره علیرضا (1397). مطالعه الگوی بیان ژنهای آنتیاکسیدان در خویشاوندان وحشی گندم تحت شرایط تنش کم آبی. ژنتیک نوین، 13، 361-353.
جدیدی امید، اطمینان علیرضا، عزیزینژاد رضا، پورابوقداره علیرضا، ابراهیمی آسا (1401). بررسی الگی بیان برخی از ژنهای مرتبط با فعالیت آنتیاکسیدانتی در ژنوتیپهای امیدبخش جو تحت شرایط تنش شوری. بیوتکنولوژی کشاورزی، 15، 60-43.
References
Ahmadi J, Pour-Aboughadareh A, Fabriki Ourang S, Poczai P (2020) Unraveling salinity stress responses in ancestral and neglected wheat species at early growth stage: a baseline for utilization in future wheat improvement programs. Physiol Mol Biol Plants 26, 537–549. Ahmadi J, Pour-Aboughadareh A (2018) Expression pattern of anti-oxidant genes in wheat wild relatives under water deficit stress. Modern Genetics, 13, 353-361.
Ahmadi J, Pour-Aboughadareh A, Ourang SF, et al. (2018) Wild relatives of wheat: Aegilops–Triticum accessions disclose differential antioxidative and physiological responses to water stress. Acta Physiol Plant 40, e90.
Ashraf M (2009) Biotechnological approach of improving plant salt tolerance using antioxidants as markers. Biotechnol Adv 27, 84-93. Bao F, Du D, An Y, et al. (2017) Overexpression of Prunus mume Dehydrin genes in tobacco enhances tolerance to cold and drought. Front Plant Sci 8, e151.
Beres BL, Rahmani E, Clarke JM, et al. (2020) A systematic review of durum wheat: Enhancing production systems by exploring genotype, environment, and management (G × E × M) synergies. Front Plant Sci 11, e568657.
Buffagni V, Vurro F, Janni M, et al. (2020) Shaping durum wheat for the future: gene expression analyses and metabolites profiling support the contribution of BCAT genes to drought stress response. Front Plant Sci 11, e891.
Cao Y, Xiang X, Geng M, et al. (2017) Effect of HbDHN1 and HbDHN2 genes on abiotic stress responses in Arabidopsis. Front Plant Sci 8, e470. Chiappetta A, Muto A, Bruno L, et al. (2015) A dehydrin gene isolated from feral olive enhances drought tolerance in Arabidopsis transgenic plants. Front Plant Sci 6, e392.
De Santis MA, Soccio M, Laus MN, Flagella Z (2021) Influence of drought and salt stress on durum wheat grain quality and composition: A review. Plants 10, e2599.
Dure L, Crouch M, Harada J, et al. (1989) Common amino acid sequence domains among the LEA proteins of higher plants. Plant Mol Biol 12, 475-486.
Eftekhari A, Baghizadeh A, Yaghoobi MM, Abdolshahi R (2017) Differences in the drought stress response of DREB2 and CAT1 genes and evaluation of related physiological parameters in some bread wheat cultivars. Biotechnol Biotechnol Equip 31, 709-716.
Ewa M, Kalemba A, Stanisawa P (2007) Possible roles of LEA proteins and sHSPs in seed protection. Biological Lett 44, 3-16.
Ghorbani S, Etminan A, Rashidi V, et al. (2023) Delineation of physiological and transcriptional responses of different barley genotypes to salt stress. Cereal Res Commun 51, 367–377.
Guo Y, Tian S, Liu S, et al. (2018) Energy dissipation and antioxidant enzyme system protect photosystem II of sweet sorghum under drought stress. Photosynthetica 56, 861-872. Hand SC, Menze MA, Toner M, et al. (2011) LEA proteins during water stress: not just for plants anymore. Annu Rev Physiol 73, 115-34.
Hekimi S, Noë A, Branicky R, Wang Y (2018) Superoxide dismutases: Dual roles in controlling ROS damage and regulating ROS signaling. Journal of Cell Biology 217, 1915–1928.
Hossain MS, Dietz KJ (2016) Tuning of redox regulatory mechanisms, reactive oxygen species and redox homeostasis under salinity stress. Front Plant Sci 7, e548. IGC (2021) The International Grains Council. https://www.igc.int/en/default.aspx
Ighodaro OM, Akinloye OA (2018) First line defence antioxidants-superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) and glutathione peroxidase (GPX): their fundamental role in the entire antioxidant defence grid. Alexandria J Med 54, 287–293. Jadidi O, Etminan A, Aziziezhad R, et al. (2023) Investigation of expression pattern for some genes related to antioxidant activities in promising genotypes of barley under salinity stress conditions. Agric Biotechnol J 15, 43-60. Kosová K, Klíma M, Prášil IT, Vítámvás P (2021) COR/LEA Proteins as Indicators of Frost Tolerance in Triticeae: A Comparison of Controlled versus Field Conditions. Plants 10, e789.
Lascano R, Munoz N, Robert G, et al. (2005) Paraquat: An Oxidative Stress Inducer. In Herbicide—Properties, Synthesis and Control of Weeds; Hasaneen, M.N., Ed.; InTech: London, UK.
Leonardis AMD, Marone D, Mazzucotelli E, et al. (2007) Durum wheat genes up-regulated in the early phases of cold stress are modulated by drought in a developmental and genotype dependent manner. Plant Sci 172, 1005-1016.
Lightfoot DL, Mcgrann GRD, Able AJ (2017) The role of a cytosolic superoxide dismutase in barley-pathogen interactions. Mol Plant Pathol 18, 323-335. Liu X, Liu Z, Niu X, et al. (2019) Genome-wide identification and analysis of the NPR1-like gene family in bread wheat and its relatives. Int J Mol Sci 20, e5974. Livak KJ, Schmittgen TD (2001) Analysis of relative gene expression data using Real-Time Quantitative PCR and the 2–∆∆ct method. Methods 25, 402-408.
Lorkowski S, Paul C (2004) Highthroughput analysis of mRNA expression: microarrays are not the whole story. Expert Opin Ther Pat 14, 377-403.
Maruyama K, Sakuma Y, Kasuga M, et al. (2004) Identification of cold-inducible downstream genes of the Arabidopsis DREB1A/CBF3. Plant J 38, 982-993. Noctor G, Reichheld JP, Foyer CH (2018) ROS-related redox regulation and signaling in plants. Semin Cell Dev Biol 80, 3–12.
Olivoto T, Lucio AD (2020) Metan: an R package for multi environment trial analysis. Methods Ecol Evol 11, 783-789.
Panchuk II, Zentgraf U, Volkov RA (2005) Expression of the APX gene family during leaf senescence of Arabidopsis thaliana. Planta 222, 926–932. Pour-Aboughadareh A, Jadidi O, Shooshtari L, et al. (2022) Association analysis for some biochemical traits in wild relatives of wheat under drought stress conditions. Genes 13, e1491.
Pour-Aboughadareh A, Omidi M, Naghavi MR, et al. (2020) Wild relatives of wheat respond well to water deficit stress: a comparative study of antioxidant enzyme activities and their encoding gene expression. Agriculture 10, 415-415.
Samarah NH, Mullen RE, Cianzio SR, Scott P (2006) Dehydrin-like proteins in soybean seeds in response to drought stress during seed filling. Crop Sci 46, 2141–2150.
Shafi A, Chauhan R, Gill T, Swarnkar MK, et al. (2015) Expression of SOD and APX genes positively regulates secondary cell wall biosynthesis and promotes plant growth and yield in Arabidopsis under salt stress. Plant Mol Biol 87, 615–631.
Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2007) Gene networks involved in drought stress response and tolerance. J Exp Bot 58, 221-227.
Singh -Gill S, Tuteja N (2010) Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol Biochem 48, 909-930.
Souza CC, Oliveira FA, Silva IF, Amorim Neto MS (2000) Evaluation of methods of available water determination and irrigation management in ‘‘terra roxa’’ under cotton crop. Rev Bras Eng Agric Ambient 4, 338-342.
Verma KK, Singh M, Gupta RK, Verma CL (2014) Photosynthetic gas exchange, chlorophyll fluorescence, antioxidant enzymes, and growth responses of Jatropha curcas during soil flooding. Turk J Bot 38, 130–140.
Yang Y, He M, Zhu Z, et al. (2012) Identification of the dehydrin gene family from grapevine species and analysis of their responsiveness to various forms of abiotic and biotic stress. BMC Plant Biol 12, e140.
Zhang H, Zheng J, Su H, et al. (2018) Molecular cloning and functional characterization of the Dehydrin (IpDHN) gene from Ipomoea pes-caprae. Front Plant Sci 9, e1454.
Zhang HF, Liu SY, Ma JH, et al. (2019) CaDHN4, a salt and cold stress-responsive Dehydrin gene from pepper decreases Abscisic acid sensitivity in Arabidopsis. Int J Mol Sci 21, e26.
Zhang X, Zhang L, Chen Y, et al. (2020) Genome-wide identification of the SOD gene family and expression analysis under drought and salt stress in barley. Plant Growth Regul 94, 49–60. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 146 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 102 |